Toma de muestras
Material necesario:
- Tubo con anticoagulante EDTA (tapa violeta).
- Tubo de Khan para obtención de suero.
- Jeringa y aguja estéril.
- Hisopos y medio de Hank’s para aislamiento viral.
- Hisopos de algodón estériles con medio de transporte stuart.
- Envases estériles (tubos, frascos tapa a rosca).
- Solución con formol al 10%.
- Pinzas, tijeras, bisturí: limpio, seco. Para desinfectarlos se deben sumergir en alcohol y luego flamear. No utilizar desinfectantes químicos
- Bolsas de nylon.
- Marcador de tinta indeleble.
- Cajas de telgopor y refrigerantes.
- Portaobjetos limpios y desengrasados.
Instrucciones para la toma de muestra:
Animal vivo:
1. Sangre entera con anticoagulante para hemograma:
- Rotular los tubos.
- Una vez extraída la muestra, sacar la aguja de la jeringa.
- Colocar la punta de la jeringa sobre la pared del tubo con anticoagulante EDTA (tapa violeta), descargar la sangre hasta el nivel marcado y mezclar suavemente por inversión, sin agitar.
- Si la muestra no es analizada en 2 o 3 horas, la sangre debe ser refrigerada a 4ºC y enviada dentro de las 24 horas.
El hemograma nos ayuda a diagnosticar enfermedades como: Leptospirosis, Leucosis, Piroplasmosis, Anaplasmosis, entre otras.
2. Sangre entera para obtención de suero (Química clínica)
- Rotular los tubos.
- Una vez extraída la muestra, sacar la aguja de la jeringa.
- Colocar la punta de la jeringa sobre la pared del tubo de Khan.
- Es importante mantener los tubos con sangre a temperatura ambiente durante la primera hora para que se forme el coágulo.
- El suero tiene que encontrarse libre de hemólisis.
- Si la muestra no es remitida dentro de las 24 horas, centrifugar y separar el suero que puede ser conservado en frío durante varios días. Enviarlo al laboratorio refrigerado o congelado.
La química clínica nos permite diagnosticar patologías como deficiencias minerales, hepatopatías e intoxicaciones, entre otras.
3. Materia Fecal:
- Extraer la materia fecal directamente del recto con ayuda de la bolsa de nylon a modo de guante (introducir dos o tres dedos en el ano y friccionar la mucosa para estimular el reflejo de defecación). También puede tomarse la muestra si se observa al animal en el acto de defecación inmediata
- Invertir la bolsa manteniendo la materia fecal en su interior, eliminar el aire y cerrarla con un nudo.
- Identificar cada bolsa con el marcador de tinta indeleble.
- Las muestras deben acondicionarse en caja de telgopor con refrigerantes y enviarse al laboratorio lo antes posible, no congelar las muestras.
Los estudios coproparasitológicos nos permiten identificar y cuantificar parásitos gastrointestinalesy broncopulmonares.
4. Hisopado nasal u ocular::
- Realizar los hisopados durante el período inicial de la enfermedad, de secreciones nasales u oculares más bien serosas que mucopurulentas, ya que aún no ocurrió contaminación bacteriana secundaria. Los virus dependen para su replicación de células vivas por lo tanto no deben extraerse muestras de zonas necróticas.
- Raspar las mucosas con hisopos de algodón estériles, sumergirlos inmediatamente en tubos con medio de transporte de Hank’s, rotulados y herméticamente cerrados.
- Las muestras deben conservarse refrigeradas a 4ºC y remitir antes de las 24 horas al laboratorio.
Animal muerto:
Contenido de cavidades: aspirar con jeringas y agujas estériles enviándolos dentro de las mismas o trasvasados a tubos estériles con cierre de tapa a rosca.
Sangre entera: extraer con jeringa y aguja estéril de un animal recientemente muerto y fresco. Si fuera posible, realizar frotis de modo de poder orientar el diagnóstico permitiendo estimar la proporción en que se encontraban originariamente los agentes eventualmente recuperados por cultivo. Estos frotis posibilitan además realizar tinciones con anticuerpos fluorescentes, lo que permite muchas veces llegar a un diagnóstico etiológico en pocas horas. Los frotis deben dejarse secar al aire, envolverse individualmente y remitirse lo antes posible.
Órganos (hígado, bazo, pulmón, riñón, etc.): colocar trozos de aproximadamente 5 x 5 cm. en frascos estériles, teniendo cuidado de mantener la máxima condición de asepsia.
Hueso largo: sacar la piel y músculos, envolver con papel y colocar dentro de una segura bolsa de nylon.
Cerebro: colocar un trozo en frasco estéril y un hemisferio en formol al 10% para histopatología o inmunohistoquímica.
Exudados: realizar hisopados con hisopo de algodón estéril y sumergirlos en medio de transporte stuart.
Músculo: colocar un trozo de la zona afectada en frasco estéril.
Intestino: enviar un trozo ligando los extremos, evitando así el derrame de su contenido. Esta muestra debe ser la última para estudios microbiológicos, ya que el peligro de contaminar los otros órganos es alto.
Líquido cefalorraquídeo o humor acuoso: Aspirar con jeringa estéril para determinación de Magnesio.
Forma de envío
Colocar siempre los trozos de órganos en envases estériles con cierre hermético, evitando el uso de las bolsas de nylon, ya que muchas veces durante el transporte derraman líquidos con el consiguiente riesgo para la salud pública debido a que son portadores de agentes infecciosos productores de enfermedades zoonóticas.
Los envases correctamente identificados con marcador indeleble se colocan en cajas de telgopor con refrigerantes. Se recomienda comunicarse con el laboratorio para una correcta recepción de las muestras.
IMPORTANTE: Se recomienda enviar junto a las muestras la historia clínica del caso, incluyendo número de animales expuestos, número de afectados, tratamientos y vacunaciones efectuadas, duración del brote y el diagnóstico presuntivo. Preferentemente muestrear de animales enfermos sacrificados o con no más de 4 horas de muerto debido a que en estado agónico ocurre invasión de bacterias intestinales hacia los tejidos complicando el diagnóstico ya que algunos microorganismos son patógenos potenciales.
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